Eines der eindrucksvollsten Merkmale unseres Immunsystems ist seine inhärente Fähigkeit, anhand der primären Proteinstruktur zwischen schädlichen und harmlosen Antigenen zu unterscheiden. T-Zellen verkörpern diese Eigenschaft der adaptiven Immunität durch ihre einzigartige Fähigkeit, fremdartige Peptide - sogenannte Antigene - zu erkennen. Dies erfolgt durch αβT-Zellrezeptoren (TCRs) auf der T-Zelle, die MHC-Moleküle (pMHC) binden, welche ihrerseits mit Antigenen beladene sind. Dieses pMHC wird den T-Zellen von speziellen Antigen-präsentierenden Zellen (APC) gezeigt. T-Zellen reagieren äußerst empfindlich auf Antigene: Sie können sogar ein einziges antigenes pMHC-Molekül unter einer großen Zahl strukturell ähnlicher, aber nicht stimulierender pMHCs erkennen. Die molekularen/zellulären Mechanismen, die dieser bemerkenswerten Eigenschaft zugrunde liegen, sind noch völlig unerforscht, obwohl ihre Bedeutung sowohl für den Krankheitsverlauf als auch für Interventionen unumstritten ist.

Lange Zeit ging man davon aus, dass das Phänomen der Beugung eine unvermeidliche physikalische Grenze für die Auflösung der Lichtmikroskopie darstellt. Nach der Abbeschen Beugungsgrenze können Strukturen, die kleiner als die halbe Wellenlänge des Lichts sind, nicht aufgelöst werden. In den letzten Jahrzehnten gab es jedoch Entwicklungen in der Fluoreszenzmikroskopie, die es ermöglichen, zelluläre Strukturen auf der Nanometer-Längenskala zu untersuchen.

Während ihrer zufälligen Bewegung erfahren Biomoleküle eine Vielzahl von Wechselwirkungen, die ihre Bahnen vorübergehend miteinander verbinden. Es ist äußerst schwierig, solche Bindungsereignisse im Kontext einer lebenden Zelle direkt zu messen: Wechselwirkungen können kurzlebig sein, sie können nur einen kleinen Teil der Moleküle betreffen, oder sie können nicht zu einem makroskopisch beobachtbaren Effekt führen. Wir haben eine Bildgebungsmethode für einzelne Moleküle entwickelt, mit der sich Assoziationen mobiler Moleküle nachweisen und quantifizieren lassen. Durch "Ausdünnen von Clustern unter Beibehaltung der Stöchiometrie der Markierung" (TOCCSL) können wir die Sonde praktisch direkt in der Zelle verdünnen, ohne die Fluoreszenzmarkierung einzelner Cluster zu beeinträchtigen.

In den letzten Jahren haben wir eine Methode entwickelt, die es ermöglicht, spezifische Membranproteine in Form von Mikro- oder Nanostrukturen einstellbarer Größe direkt in der Plasmamembran lebender Zellen anzuordnen. Auf diese Weise können wir innerhalb derselben Zellmembran Bereiche erzeugen, die mit dem gewünschten Protein angereichert oder verarmt sind. Derzeit wenden wir diese Methode an, um i) biomolekulare Interaktionen in der Plasmamembran lebender Zellen zu messen und ii) die hydrodynamische Größe von Membranproteinen zu quantifizieren.